ЭПИЗООТОЛОГИЧЕСКИЕ ОСОБЕННОСТИ

2 года - 37; в возрасте 2-3 года - 19; в возрасте 3-4 года - 16; в возрасте 4-5 лет - 6; в возрасте 6-10 лет - 3-4%. Щенки, полученные от иммунных матерей, более устойчивы к контрольному заражению вирулентным вирусом. Патогенность ВЧС варьирует от вида к виду от инаппарантной инфекции до летальной в 100% случаев (50).

Чувствительность домашних хорьков (Mustela putorius) была показана в 1926 г. Dunkin nLeidlouw. С 1958 г. эти животные вследствие их высокой чувствительности к ВЧС стали успешно использоваться для изучения передачи инфекции и титрования самого вируса.

Чума у черно-бурых лисиц (vulpes vulpes) впервые описана Gr?n в 1926 г. Клинически чума у лисиц протекает легче, чем у собак, и смертность среди них (в случаях осложнения сальмонеллезом) достигала 20%, у щенков черно-бурых лисиц - 80%. Взрослые норки (Mustela Vison) сравнительно устойчивы к заражению, тогда как щенки норок чувствительны, смертность среди них колебалась от 40 до 60%. У норок наблюдали 2 клинические формы инфекции: острую - внезапная смерть без клинических предвестников болезни и хроническую форму с проявлением нервных явлений. В зоопарке Иоганесбурга наблюдались вспышки ЧС среди серебристых шакалов (Vulps ch). Имеются сообщения об эпизоотиях среди собачьих: красных лисиц (Vilpes fulva), серых лисиц (syon einercoargentueus), американских карликовых лисиц (Vulpes macrotis), южноамериканских лисиц, австралийских динго (Conis dingo), енотовидных собак (Conis pwyannodes), европейских барсуков (Meies meles) и гибридов котят с собакой. Чувствительность американских барсуков (Taxidea taxus) доказана Gorham в 1966 г. Тогда же Keymer и Epps установили чувствительность к ВЧС горностаев (Mustelo erminea), ласок (Mnivalis) и маленьких ласок (M.rixosa). В 1968 г. Mickwitz показал чувствительность к этому вирусу гималайского енота. Данные последних лет также подтверждают восприимчивость к ЧП среди мустелид (куницы, барсуки, хорьки, ласки) (47). Таким образом, чувствительны к ВЧС представители ряда семейств: Ailuridae, Canidae, Hyaenidae, Mustelidae, Procyonidae, Ursidae, Viverridae, Felidae. В последние годы благодаря широкой вакцинации число вспышек ЧС, пушных зверей на фермах и плотоядных в зоопарках сильно понизилось, однако все еще происходят регулярные вспышки у плотоядных, живущих на свободе. Так, неожиданные вспышки ЧС имели место у экзотических кошачьих в калифорнийском заповеднике и в заповеднике Серенгети в Танзании, а также у некоторых плотоядных в Аризоне (21).

Haig и др. (1948) были первыми исследователями, которым удалось серийно пассировать шт. Onderstepoort ВЧС на КЭ (при 35°С), заражаемых на ХАО. Авторы провели 30 пассажей, отмечали значительные утолщения ХАО и появление на ней серых фокусов начиная с 9-го пассажа. Позднее (1956) обнаружили, что 130-й пассаж на КЭ оказался безопасным для хорьков и собак. В дальнейшем последовал ряд сообщений о получении апатоген- ных вариантов ВЧС после серийных пассажей на КЭ.

Высказано предположение, что ВЧС может быть этиологическим агентом болезни Пед- жета. Методом ИФА АТ к ВЧС обнаруживались в сыворотках больных и в контрольной группе. Существенных различий в титрах АТ не выявлено. Интересен факт образования АТ ВЧС у людей, что свидетельствует о возможности зараженій их ВЧС (32).

Экспериментально вызванная туляремия у собак имела клиническое сходство с чумой. Анаэробная культура выделяется из легких в 70% случаев при ЧС. Анаэробные бактерии были обнаружены в 63% случаев: 22%-стрептококк; 13% - E. coli; 8% - Proteus Vulgaris и 4%- Staphilococcus epidermidis. Описаны случаи двойной инфекции норок вирусами алеутской болезни и ЧС (51). Чаще всего сопутствующим при ЧС вирусом является возбудитель инфекционного гепатита собак. В комбинации с ВЧС могут присутствовать реовирус, гер- песвирус, вирус ПГ собак, сходный с SV 5, и аденовирус.

Адаптированный к КЭ ВЧС, контаминированный вирусом птичьего лейкоза, не вызывал патологических изменений у собак и АТ вирусу саркомы Рауса не образовывались. Сообщалось об обнаружении вируса JIXM как контаминанта при пассировании коммерческого вакцинного ВЧС. Предполагают, что ВЧС может активировать латентную токсоплазменную инфекцию. Кокцидиоз сильно осложняет клиническую картину болезни у молодых собак.

В 1994 г. поголовье львов в Национальном парке Серенгети (Танзания) уменьшилось с 3000 до 2000. Эпизоотия распространилась на львов в Кении. Резервуаром инфекции скорее всего являлись обитающие в районе Серенгети домашние собаки, от которых заразились пятнистые гиены, инфицировавшие затем львов (57).

ДИАГНОСТИКА

Многообразие симптомов болезни затрудняет своевременную постановку диагноза. До последнего времени ЧП диагностировали на основании эпизоотологических, клинических и патологоанатомических данных, а в затруднительных случаях ставили биопробу на 30-45-дн щенках собак, лисиц, песцов, норок или на белых африканских хорьках.

Микроскопия телец-включений. Цитоплазматические и реже внутриядерные эозинофильные тельца-включения являются патогномоническими для ЧС. Они обнаруживаются в ретикулярных и эпителиальных клетках, лейкоцитах, глиальных клетках и нейронах. Обнаружение телец-включений важно при диагностике ЧС.

Для обнаружения телец-включений предложен метод окраски мазков гематоксилином Делафильда с эозином. Более простой и быстрый метод окрашивания включений, которым можно пользоваться непосредственно в зверохозяйствах, заключается в следующем. Готовят 2

основных насыщенных р-ра красок на метаноле (метиловом спирте): а) 9 г метиленового синего растворяют в 90 мл метанола и б) 3 г основного фуксина - в 30 мл метанола. Для созревания р-ры необходимо выдержать не менее 12 сут. Их можно длительное время хранить при комнатной температуре в плотно закрытых флаконах из темного стекла. Для получения рабочего р-ра краски к 10 мл дистиллированной воды добавляют 3 капли раствора метиленового синего и 1 каплю р-ра основного фуксина. При таком соотношении краска имеет сине-фиолетовый цвет.

На фиксированный или нефиксированный препарат пипеткой наносят краску. Через 1 мин её сливают (остатки краски можно смыть водопроводной водой или удалить фильтровальной бумагой). Окрашенный мазок подсушивают на воздухе и просматривают под иммерсионной системой микроскопа. Крупные включения видны при среднем увеличении. Парафиновые срезы, после их депарафинирования, окрашивают 3-6 мин. Ядра эпителиальных клеток окрашиваются в сине-фиолетовый цвет, цитоплазма в светло-сиреневый, вирусные тельца-включения в ярко-красный или малиновый. Включения расположены в цитоплазме или внеклеточно. Величина их - от мельчайших частиц до размера ядра клетки, количество - от единичных до 10 и более в одной клетке.

Для прижизненного исследования можно взять эпителий конъюнктивы, языка и других доступных слизистых оболочек больного животного, а также пробы крови для выделения телец-включений в лейкоцитах. Последнее позволяет поставить диагноз на ЧП в самый ранний период болезни, даже до появления типичных клинических признаков.

Экспресс-диагностика. В качестве методов экспресс-диагностики, по-видимому, могут применяться РНГА и реакция латекс-агглютинации.

Выделение вируса

От собак с острой инфекцией почти всегда выделяли вирус. Он обнаруживался в смывах из носовой полости больных животных через 28 дн после заражения. Вирус можно выделить из носового и конъюнктивального экскретов, слюны, крови (лейкоцитов кровяного сгустка) и некоторых органов, реже из мозга и фекалиев собак в ранней стадии развития болезни.

Взятие и подготовка материала. От больных животных берут кровь в период лихорадочного состояния, а также мазки из носа и конъюнктивы. От свежих трупов (не менее чем 3-

4) берут кусочки легких, трахеи, селезенки, почек, головного мозга и мочевой пузырь. Для серологических исследований берут кровь как можно быстрее после проявления клинических признаков и повторно спустя 14-21 день. Материал отправляют нарочным в термосе со льдом. Подготовку материала для выделения вируса проводят общепринятым методом.

Использование культур клеток Для выделения полевого вирулентного вируса используют монослойную культуру клеток легких и почки собак и кроликов, причем наиболее подходящей для этой цели оказались культуры клеток почки хорька. Для размножения вирулентного ВЧС использовали альвеолярные макрофаги собак, полученных путем стерильного измельчения кусочков легкого от БРР собак. Этот метод оказался пригодным и для титрования вирулентного ВЧП.

Биопроба. Биопробу ставят на животных того вида, от которых исследуют патматериал. Лучше ее проводить на щенках через 15 дн после отъема от самок. Животные заболевают на 10-14-й день, а иногда и через 1-2 мес с характерными признаками болезни.

Выделение вируса на КЭ. В первых пассажах ВЧП вызывает лишь слабое помутнение ХАО и гибель КЭ в 5-10% случаев. При дальнейшем пассировании поражение ХАО становится более выраженным. О наличии вируса судят по специфической гибели эмбрионов, поражению ХАО и РГА. При инокуляции в желточный мешок гибель эмбрионов наблюдается на 7-11-е сут, титр вируса достигает 105-106 ЕЛДяумл. Вирусоскопия, электронная и имму- ноэлектронная микроскопия широко не используются.

Индикация и идентификация вируса

ИФ. Позволяет поставить быстрый и ранний прижизненный диагноз на ЧП. У хорьков самые надежные результаты получают при исследовании мазков крови. ИФ используют также для исследования кусочков органов от павших животных. Наиболее пригодны мозжечок, мочевой пузырь, желудок, легкие, большой и продолговатый мозг. В ИФ АГ ВЧП обнаруживали в мазках костного мозга, фиксированных ацетоном, в лейкоцитах крови и эпителиальных клетках конъюнктивы. В мононуклеарных клетках кровн его обнаруживали на 2-

3-й день после экспериментального заражения. Ряд авторов рекомендуют применять ИФ для обнаружения вирусного АГ в ЦНС, а также проводить гистологическое исследование препаратов мочевого пузыря, почечной лоханки и кожи.

PH. Её применяют для идентификации вируса в культуре клеток. Сущность реакции состоит в том, что к зараженной культуре добавляют питательную среду с 5%-ной специфической сыворотки сразу же после контакта вируса с культурой клеток. По подавлению ЦПД вируса судят о специфичности поражений клеточного монослоя.

РСК. При диагностике чумы РСК применяют для обнаружения специфического АГ в органах больных животных или культуре клеток. Реакцию ставят методом разведения комплемента при постоянном контакте АГ и иммунной сывороткой. В качестве АГ используют 10%-ную суспензию органов (селезенки, печени, мозга), взятых в период ярко выраженной клинической картины болезни, или культуральную жидкость на 5-7-е сутки. В качестве специфической сыворотки берут гипериммунную сыворотку и сыворотку реконвалесцентов.

РДП. Преципитирующий АГ появляется в органах животных на 3-4-й день болезни и всегда обнаруживается в органах павших животных. В качестве АГ используют 10%-ую суспензию органов больных животных (селезенка, лимфоузлы, костный мозг, тимус, головной мозг, легкие, печень, почки, слюнные железы, поджелудочная железа, моча, перитонеальная жидкость). Свиньи - хорошим источником антисывороток против ВЧП (2,4,5).

ИФА. При ретроспективной диагностике метод не описан, хотя успешно используется иммуноферментная тест-система на основе вируса кори, полученного при культивировании клеток на микроносителях цитолар. В 1990 г. (66) предложено получать свиной иммуноглобулин к ВЧП. С этой целью иммунизировали поросят шт. Рокборн н CND.65.4n дважды интраназально. Полученная сыворотка не реагировала со специфичными для плотоядных и культуральных компонентов (фетальная сыворотка, лактальбумин) АГ, что является большим преимуществом в иммунологических исследованиях. Меченный пероксидазой свиной иммуноглобулин к ВЧП использовали для обнаружения и титрования ВЧП в культуре клеток Vero. Для определения и титрования ВНА разработан соответствующий ELISA (66).

Серодиагностика и ретроспективная диагностика. Для ретроспективной диагностики ЧП используются PH, РСК, РДП. Объектом исследования в данном случае являются пробы сыворотки крови переболевших животных. Реакции выполняются общепринятыми методами. Наличие АТ, выявляемых в любой из указанных реакций, в сыворотке крови животных свидетельствует о переболевании их чумой. Для выявления АТ к ВЧП предложены РНГА, которая не уступает ELISA (29).

А.В. Васильев и соавт. (3) разработали набор на основе сенсибилизированных эритроцитов, содержащий все необходимые компоненты в готовом виде: специфический ВЧП, эритроцитарный диагностикум, специфическую и отрицательную к ВЧП сыворотки, разбавитель и микропанель для постановки реакции. Набор можно использовать в ветеринарных лабораториях и других специализированных учреждениях. РНГА по сравнению с PH более чувствительна, совпадаемость результатов превышает 90%. В-РНГА улавливают АТ не только к поверхностным АГ вируса, но и ко всем вирионным белкам (1), а также выявляют АТ в более низких титрах, ещё не улавливаемых в PH. При исследовании сывороток крови, полученных в динамике развития болезни, устанавливается 4-кратное увеличение титра АТ (диагностический прирост титра) уже на 5-7-е сут после первого взятия крови. Таким образом, РНГА, осуществляемая с помощью набора эритроцитарных диагностикумов, - быстрый, чувствительный, специфический и воспроизводимый метод выявления АТ к ВЧП. С помощью набора можно быстро подтвердить или исключить клинический диагноз - чума, при этом в спорных случаях образцы сыворотки необходимо дополнительно обработать меркаптоэтанолом для тестирования специфических IgM. Показано, что латексный АТ диагностикум эффективен на ранней стадии болезни (8). Обнаружение АГ ВЧП также возможно с использованием радиоактивных ДНК-РНК-зондов (43).

Дифференциальная диагностика. При постановке диагноза на чуму исключают инфекционный гепатит (инфекционный энцефаломиелит плотоядных), бешенство, болезнь Ау- ески, вирусный энтерит норок, паратиф, пастереллез, авитаминоз Вь парвовирусный энтерит, алеутскую болезнь, отравления.