ЭПИЗООТОЛОГИЧЕСКИЕ ОСОБЕННОСТИ

Серологические исследования, проведенные в Бельгии в 1984 г, неожиданно показали значительное увеличение числа носителей АТ к ВИГС на фоне отсутствия вакцинаций или клинических признаков ИГС. Не энтеропатогенный вирус, АГ родственный ВИГС, оказался этиологическим агентом этого явления и был выделен в культуре клеток (90а). Вирус инфицировал эпителиальные клетки респираторного тракта и альвеолярные макрофаги. При экспериментальном заражении инфицировал только некоторые не идентифицированные клетки тонкого кишечника, при этом вирус ограниченно обнаруживался или вовсе отсутствовал в кале (39, 40, 86). У поросят продуцировались АТ, которые нейтрализовали ВИГС.

Спектр патогенности в естественных условиях. В естественных условиях к вирусу восприимчивы свиньи и собаки; новорождённые поросята в 2-1000 раз восприимчивее, чем свиньи, достигшие убойной кондиции. У собак отмечали потерю аппетита, понос, рвоту и гипертермию. Вирусом, выделенным от больных собак, заражали недельных поросят. Собаки могут быть носителем вируса и инаппарантным источником для восприимчивых свиней. КВС, ВИГС и ВИПК входят в одну группу ангигенно родственных агентов, отличающихся от других членов семейства коронавирусов по PH и ИФ. В естественных условиях установлено существование штаммов ВИГС различной вирулентности. Вирусы ИГС, ИПК и КВС отличаются по патогенности для новорожденных поросят. Вирулентный ВИПК вызывает такие же симптомы заболевания, как и ВИГС. КВС не вызывает клинические признаки заболевания. До сих пор нет сообщений о естественном заражении поросят ВИПК или КВС. У поросят, экспериментально зараженных ВИПК или КВС, не образуются АТ к ВИГС.

ДИАГНОСТИКА

Диагноз ставят на основании эпизоотологических данных, симптомов болезни и результатов лабораторных исследований. Лабораторная диагностика включает изоляцию вируса из органов погибших поросят, идентификацию его в PH и РИФ в культуре клеток и выявление специфических АТ в сыворотках крови больных и переболевших животных. В качестве экс- пресс-диагностики используют РИФ для обнаружения вирусного АГ в органах животных.

Выделение вируса

Взятие и подготовка материала. Для исследования в лабораторию направляют тонкий кишечник (тощую и подвздошную кишки с содержимым) и мезентериальные лимфоузлы от поросят в начальной стадии проявления клинических признаков болезни (первые часы диареи). Кроме того, целесообразен отбор органов и тканей (кусочков лёгкого, печени, селезёнки, почек, головного мозга).

Заражение культуры клеток. Выделение вируса проводят на первичных и перевиваемых линиях клеток поросят (почек, щитовидной и слюнных желез, тестикул). Материалом каждой пробы инокулируют не менее 4-8 пробирок с культурой клеток. Для исследования методом ИФ заражают культуру клеток, выращенную на стеклышках. Её просматривают ежедневно в течение 5-7 сут.

Заражение восприимчивых животных. В связи с наличием большого количества штаммов ВИГС, не обладающих ЦПД, биопроба на восприимчивых поросятах - надежный метод выделения вируса. У зараженных животных вирус сравнительно легко удается выделить из фекалий, однако в наивысших концентрациях он содержится в слизистых оболочках тонкого кишечника, особенно двенадцатиперстной и тощей кишок. Уже через 24-72 ч после клинического проявления болезни титры вируса в этих тканях достигают 106-107 ИД^о*. Поэтому, если необходимо выделить вирус, поросят убивают через 24 ч после появления диареи и полученные от них материалы (содержимое и соскобы слизистой тонкого кишечника) подвергают вирусологическому исследованию. В крови и почках поросят вирус удается обнаружить через 24-48 ч после заражения, но титры его обычно низкие - lo'-io2 ИД^/г, лишь изредка концентрация вируса в почечной ткани может достигать 105-106 ИД 50/г.

У новорожденных поросят, зараженных интраназально, через 2 ч после заражения вирус может быть обнаружен в ткани легких (титры до 104 ИД50/Г), а у поросят, зараженных интраназально в 6-дн возрасте, вирус может быть обнаружен в слизистой оболочке носа (титры до 104 ИД50/Г). Для подтверждения диагноза важно также исследование в PH парных сывороток, 1-ую из них берут на 3-5-й день после начала болезни, а 2-ую (от выживших животных) - через 1-2 нед.

Для биопробы можно использовать супоросных свиноматок за 3-5 дн до опороса. Свиноматку заражают 10%-ной суспензией, приготовленной из пораженных стенок тонкого кишечника вынужденно убитых больных поросят, или вируссодержащей культуральной жидкостью. Исследуемый материал вводят per os в количестве 10 мл. Контролем служит 2-я супоросная свиноматка.

Индикация и идентификация вируса

Электронная и иммуноэлектронная микроскопия. Возбудителя болезни определяют по ультраструктуре, выявляемой с помощью негативного контрастирования, а также маркировки вируса гипериммунной сывороткой. За положительные результаты ЭМ считают наличие в препаратах вирионов размером 70-120 нм, на оболочке которых размещены булавовидные шипы, характерные для коронавирусов. В препаратах, обработанных иммунной сывороткой к вирусу, на оболочках вирионов обнаруживают скопления белковых молекул. В контрольных препаратах, обработанных гетерологичной иммунной сывороткой, таких скоплений нет (Рис. 20). Иммуноэлектронная микроскопия более чувствительный метод (100а).

Гистологические исследования. Кусочки ткани двенадцатиперстной, тощей и подвздошной кишок фиксируют в 10%-ном забуференном р-ре нейтрального формалина, готовят из них гистологические препараты при помощи обычных методов и исследуют под микроскопом на наличие поражений, характерных для ИГС. Особенно характерно наличие атрофии кишечных ворсинок, которая наиболее ярко бывает выражена первые 3-4 дн после начала болезни. Соотношение длины ворсинок тощей кишки к глубине крипт у здоровых животных составляет 7:1, у больных ИГС около 1:1. Наиболее характерными изменениями являются выраженная дегенерация эпителия слизистой оболочки кишечника, поверхностный некроз эпителия кишечника и кишечных ворсинок. Для уточнения диагноза в условиях практики рекомендуется убить 2-3 больных поросят, взять небольшие участки тощей и подвздошной кишок (10-15см), продольным разрезом вскрыть слизистую оболочку, осторожно промыть её физиологическим р-ром и погрузить в дистиллированную воду, затем просмотреть под лупой при увеличении в 60-80 раз (например МБС 6 или МБС 9) и верхнем освещении на предмет состояния ворсинок.

Взаимодействие вируса с энтероцитами тонкого кишечника сопровождается глубокими деструктивными изменениями их апикальной части, а в более поздние сроки болезни - всей клетки. Для этих изменений характерны полная потеря микроворсинок, нарушение целостности плазматической оболочки и полный лизис клетки. Вследствие указанных поражений энтероциты кишечника не способны выполнять нормальные процессы адсорбции, всасывания, пристеночного пищеварения и другие физиологические функции.

Метод интерференции. Встречаются полевые штаммы ВИГС, которые хорошо размножаются в клеточных культурах, но не проявляют ЦПД. Для обнаружения нецитопато- генных изолятов в монослое культур клеток свиных почек используют феномен интерференции. Такие шт. тормозят развитие ЦПД в культурах клеток, инфицированных ВД-БС КРС. Аналогичные результаты получены и при применении интерфероногенных шт. ВБА.

Метод иммуноцитолиза. Метод иммуноцитолиза использовался в Чехословакии для идентификации ВИГС в культуре клеток СПЭВ.

ИФ. Её используют для быстрой индикации и идентификации АГ ВИГС в культуре клеток, инфицированных вирусным материалом, а также мазках-отпечатках, гистологических срезах патологического материла (фрагментов тонкого кишечника) от животных, естественно-больных или заболевших после экспериментального заражения. РИФ применяют в прямом и непрямом вариантах по общепринятым методикам. ИФ считается положительной при наличии в препаратах ярко-зеленого свечения клеток или цитоплазмы с ярко светящимися гранулами разного размера при отсутствии флюоресценции в контрольных препаратах. Свечение лейкоцитов и дегенеративно измененных клеток не учитывается. Выявление вируса может быть успешным, если исследования проводятся на поросятах не позднее чем через 24 ч после их заболевания. Наибольшее количество флюоресцирующих эритроцитов обна руживают до и с наступлением диареи, позже число их невелико. Наиболее эффективным методом диагностики болезни оказалось исследование в РИФ замороженных срезов тощей кишки животных, убитых в период острой фазы заболевания. Однако, по мнению других исследователей, метод мазков-отпечатков миндалин с помощью прямой РИФ превосходит исследования тощей кишки (Рис. 21).

Для ИФ диагностики ИГС применяли меченый конъюгат против вирусного перитонита кошек. Такие конъюгаты готовили из перитонеальной жидкости больной кошки с титром АТ в жидкости не ниже 1:2560. Конъюгат анти-ВИГС получают из иммунной сыворотки поросят, свободных от патогенной микрофлоры, титр АТ 1:256. При исследовании срезов слизистой оболочки тонкого кишечника поросят, зараженных вирусом, получены одинаковые результаты с конъюгатом анти-ВИПК и анти-ВИГС равной интенсивности свечения. При исследовании с помощью конъюгата анти-ВИГС срезов селезенки кошек, зараженных ВИПК, получены отрицательные результаты. Эго свидетельствует об одностороннем антигенном родстве мелщу этими вирусами. Таким образом, для диагностики ИГС можно с успехом использовать конъюгаты анти-ВИПК. Поскольку наличие у кошек АТ к вирусам свиней маловероятно, перитонеальная жидкость, полученная при заражении вирусом перитонита, может служить хорошим препаратом для изготовления диагностического конъюгата. Конъюгаты к ВИГС, полученные из иммунной сыворотки поросят, могут давать неспецифическую флюоресценцию.

Для диагностики ИГС ИФ в качестве источника АТ предложено иммунное молозиво. Показано, что концентрация иммуноглобулинов в молозиве даже выше, чем в сыворотке крови. ИФ как метод диагностики имеет ряд проблем, главная из которых наличие перекрестной реакции с ВИПК, КВС и РКВС. Поликлональные АТ не дифференцируют ВИГС и РКВС, некоторые монАТ реагируют с ВИГС и не реагируют с РКВС. Такая дифференциация может быть проведена как в ИФ, так и в ИФА (52, 111). РКВС обнаруживается в респираторных тканях и эпителиальных клетках носовой полости, но тем не менее для дифференциации необходимо использовать монАТ, поскольку ВИГС может также реплицироваться в указанных органах.

PH. При выделении вируса в культуре клеток его идентификацию проводят с помощью PH, используя 1000 ТЦД50 вируса и 20 нейтрализующих доз сыворотки (вирус и сыворотку предварительно титруют).

Помимо культуры клеток для идентификации вируса, изолированного в биопробе, ставят PH на восприимчивых поросятах в возрасте 1-5 дн.

ВИЭОФВ. Вирус ИГС в этой реакции образует 1-2 линии преципитации с гомологичными сыворотками и может быть легко выявлен в экстрактах из содержимого кишечника экспериментально зараженных поросят. Богатая АГ структура (наличие трех АГ с различной электрофоретической подвижностью) позволила использовать для его обнаружения модифицированную методику ВИЭОФ (двойной ВИЭОФ), повышающую результативность.

ELISA. Разработан ELISA - метод с использованием монАТ и поликлональных АТ для выявления АГ ВТГС в различных материалах: культуральном и очищенном вирусах, смывах тонкого кишечника или фекалиях экспериментально инфицированных поросят. Метод пригоден для обнаружения вирулентного полевого штамма, не адаптированного к культуре клеток. Метод специфический, быстрый и недорогой.

Идентификация с помощью монАТ. Показано существование 6 различных эпитопов ВИГС (шт. ТО-163). Антигенная вариабельность вируса имеет эпизоотологическое значение и должна подтверждаться с помощью монАТ. Метод гибридизации нуклеиновых кислот недавно разработан для обнаружения ВИГС по геномной последовательности в образцах кала или инфицированных тканей (22, 104). Остатки (фрагменты) РНК 5'-конца ВИГС пепломерного гена не отличаются от ВТГС и РКВС. В исследованиях избирательно дифференцировали кишечные ВИГС изоляты из США, Японии, Англии, живые аттенуированные ВИГС вакцинные штаммы из США, изоляты РКВС, ВИПК и КВС (21,116а).

Серодиагностика и ретроспективная диагностика

PH. Диагноз на прошедшую инфекцию обычно ставят при помощт PH в культуре клеток, определяя титры ВНА в сыворотках крови реконвалесцентов. Для этого используют постоянную дозу вируса (100-1000 ТЦД50) и двукратные разведения испытуемой сыворотки, которую предварительно инактивируют 30 мин при 56°С. Для более точной диагностики лучше исследовать парные сыворотки, взятые с интервалом 3-4 нед. Титры АТ у переболевших животных могут колебаться от 1:8 до 1:1280. ВНА обычно появляются на 7-8-й день после заражения и циркулируют в крови 18 мес. На 14-й день титр их у свиноматки, 3-дн и 3- нед поросят достигает 1:128 - 1:1024, ау отъемышей и откормочных свиней - 1:32 - 1:256. С 3-4 мес титр медленно снижается, через год он уже на 2-3 разведения ниже максимального. У некоторых свиноматок, наоборот, титр АТ резко снижается. Колостральные АТ обычно исчезают у поросят в возрасте 3-4 мес, в связи с чем обнаруженные у животных в это время ВНА следует относить за счет инфекции.

Для выявления и титрования АТ предложен микрометод PH с использованием микропланшетов. Сначала готовят двукратные разведения исследуемых сывороток (от 1:4 до 1:256) в объеме 0,05 мл, затем во все лунки микропипеткой вносят по 0,05 мл вируса, содержащего 100 ТЦДзо- После часовой инкубации при комнатной температуре во все лунки вносят по 0,05 мл суспензии клеток почек или щитовидной железы свиней в концентрации 300 тыс. клеток в 1 мл питательной среды, содержащей 30% инактивированной телячьей сыворотки. Пластины с культурой клеток выдерживают в термостате при 37°С в течение 4 дн с 5% СОг. Контролем PH служат 8 лунок с незараженной культурой клеток. Реакцию учитывают через 48-96 ч при условии наличия ЦПД в лунках, инфицированных вирусом в разведении 10'1 и 10'2, и в лунках, инфицированных смесью вируса с отрицательной сывороткой, и при отсутствии ЦПД в лунках, инфицированных смесью вируса со специфической сывороткой, и в лунках, не зараженных вирусом. Положительными считают сыворотки, которые в разведении не ниже 1:4 полностью нейтрализуют 100 ТЦД50 вируса.

Тест нейтрализации бляшкообразования более чувствителен, чем PH. Титр АТ в нём колеблется от 1:100 до 1:5000, а в PH- 1:10 до 1:160.

РНГ. Используют для определения АТ в парных сыворотках крови больных животных, а также для контроля за эпизоотическим состоянием племенных хозяйств-репродукторов в отношении гастроэнтерита. При этом у 5% поголовья 2 раза в год выборочно исследуют сыворотку крови на наличие АТ к вирусу. РНГ А ставят в макро - и микровариантах по общепринятой методике. Положительными считают сыворотки, которые в разведении 1:16 и выше вызывают агглютинацию эршроцитарного диагностикума. РНГ А более чувствительна, чем PH. АТ у заражённых поросят выявляются на 4-й день. РНГ А используют как для подтверждения клинического диагноза, так и для выявления скрытых форм болезни и виру- соносительства. Реакция позволяет выявлять антитела к ВИГС в 2 раза чаще, чем PH. В бывшем СССР разработан эритроцитный диагностикум, с помощью которого можно выявить специфические АТ у вакцинированных и больных ИГС.

ИФ. Описана модификация этого метода, обеспечивающая быстрое выявление и титрование АТ к ВИГС. Сущность её заключается в приготовлении большого количества тефло- низированных стёклышек с лунками, содержащими АГ ВИГС. Их получают путём посева в лунки смеси инфицированных и неинфицированных клеток перививаемой линии свиных тестикулов. Стёклышки помещают в чашки Петри, которые инкубируют 16-18 ч в термостате с газовой смесью воздуха, содержащей 5% СОг. Около половины клеток в каждой лунке оказывались инфицированными вирусом, что обеспечивает контрастность, помогающую определить специфическую флюоресценцию в присутствии разной степени фонового окрашивания. После фиксирования ацетоном стёклышки можно хранить до использования в

НИФ при минус 20°С. Сравнение этой модификации с PH, показывает что по чувствительности она не уступает, обладая рядом преимуществ: быстротой получения результатов (3 ч по сравнению с 4-6 дн для PH); простотой постановки; значительно меньшим расходом культуры клеток; возможностью хранения полученных препаратов в замороженном состоянии в течение нескольких месяцев. Важным оказалось также то обстоятельство, что токсичность исследуемых сывороток, часто существенно осложняющая проверку их в PH, не является препятствием для получения результатов.

РДП. Позволяет выявлять АТ к ВИГС. АГ в данной реакции служит щелочной экстракт содержимого кишечника поросят, зараженных ВИГС.

ELISA. Успешно используется для выявления и количественного определения сывороточных АТ к ВИГС. При исследовании сывороток от поросят, инокулированных культуральным или кишечным ВИГС, ELISA выявлял АТ к вирусу в среднем на 3 дня раньше, чем PH при исследовании проб сывороток от поросят, заражённых культуральным вирусом, и на 1 день раньше при обследовании сывороток от поросят, заражённых кишечным вирусом, причём титры АТ в ELISA превышают титры ВНА. Имеются и другие достоинства ELISA по сравнению с PH, в частности, на результаты реакции не влияет присущая некоторым полевым сывороткам цнтотоксичность. С 1981 г. этот тест в двух вариантах - косвенный и послойный (двухсэндвичный) - успешно используется в ветеринарной практике в Италии. Интересно, что с его помощью можно количественно оценивать lg 3 классов: G, М и А. Модифицированный авторадиографический тест для выявления АТ к вирусу ИГС был предложен в 1983 г. в Чехословакии.

Метод блокирования ELISA. Этот метод используется для дифференциации ВИГС и РКВС с помощью монАТ (23, 33, 52, 71а, 102, 111). В блок-ELISA АГ ВИГС реагирует с сывороткой к ВИГС или монАТ к РКВС.

РТГА. ВИГС обладает ГА активностью в отношении эритроцитов цыплят, морских свинок и КРС, но не агглютинирует эритроциты гусей н мышей. Наиболее высокие титры ГА отмечены при 4°С. Поскольку специфическая антисыворотка к вирусу ингибирует Г А, то для серодиагностики ИГС можно использовать РТГА. Титры гемагглютининов в свиных сыворотках коррелируют с титрами ВНА. РТГА с культуральным вирусным АГ ставят на физиологическом р-ре (pH 7,2) с эритроцитами морской свинки в концентрации 0,6% при температуре смеси 4°С, учёт реакции проводят через 1,5-2 ч. Установлена зависимость ГА активности вируса от его инфекционной активности. Определены оптимальные условия постановки РТГА для обнаружения АТ к вирусу ИГС в сыворотках крови свиней. Показана пригодность ее для исследования полевых материалов - сывороток крови и молока свиноматок на наличие специфических к ВИГС АТ. Выявлена корреляция между уровнем АТ, выявляемых в РТГ А, и иммуноферментным методом (9,10).

Дифференциальная диагностика. В полиэтиологической структуре вирусных гастроэнтеритов свиней доминируют рота - и коронавирусы, вызывающие диарейный синдром. ИФА даёт возможность проведения широкого эпизоотологического анализа и дифференциации указанных болезней (18,33).

ИММУНИТЕТ И СПЕЦИФИЧЕСКАЯ ПРОФИЛАКТИКА

При ИГС имеет значение местный иммунитет кишечника, так как гуморальные АТ не защищают животного от заражения. У переболевших свиней иммунитет сохраняется более 2 лет. У поросят он слабый и непродолжительный. Изучена роль респираторных и кишечных лимфоидных тканей в создании иммунитета против ВИГС. Вероятно при защите от этой инфекции большое значение имеет появление IgA после перорального введения ВИГС (109). Специфическая профилактика ИГС несмотря на свою многолетнюю историю все еще остается актуальной проблемой (82,83). При активной иммунизации важное значение имеют секреторные IgA, обнаруживаемые в кишечном содержимом и сыворотке после оральной, но не парэнтеральной инокуляции (68, 68а, 107). Недавно методом ELISPOT исследовали кинетику IgG и IgA в клетках мезентериальных лимфоузлов (24, 109). Наряду с местным антитело обусловленным иммунитетом, клеточио обусловленный иммунитет играет важную роль в защите против ИГС (35, 73, 113). Пассивная иммунизация и её механизм мало изучены (99, 100, 100а). IgA молозива образуются в результате стимулирования иммуноцитов, мигрирующих в молочные железы. Вакцинация супоросных свиноматок возможна аттенуированными, авирулентными и субъе- диничными вакцинами орально, интраназальио, внутримышечно и внутрь молочной железы (82, 100а, 112). По аналогии с естественным путем заражения используют сочетанную оральную и интраназальную вакцинацию, хотя и она часто не оправдывает надежд (48, 58, 82, 112). Новорожденных поросят или поросят-сосунов вакцинируют орально, чтобы индуцировать быструю защиту посредством интерференции или стимулирования локального иммунитета, что в некоторой степени облегчает контроль эпизоотической ситуации (54, 60). Вакцинация свиноматок, ранее инфицированных ВИГС, в ряде случаев приводит к значительному увеличению продукции IgA и IgG и обеспечивает лучшую защиту поросят (75, 100), что приемлемо при энзоотическом ИГС.

Применение живых вакцин. Аттенуированные штаммы ВИГС получают серийным пассированием вирулентных штаммов в первичных культурах и постоянных линиях клеток свиного происхождения (8, 49). Для заметного ослабления вирулентности вируса требуется не менее 100 пассажей. Пероральная вакцинация супоросных свиноматок живой вакциной оказалась более эффективной, чем внутримышечная (6). Вакцинация новорожденных поросят перорально живой вакциной за 1 ч до получения молозива оказалась более безвредной и снижала заболеваемость и гибель поросят в неблагополучных хозяйствах (7). Живую вакцину применяли перорально двукратно. Первый раз на 6-й нед супоросности, второй- за 3 нед до опороса. У вакцинированных животных развивался иммунитет, о чем свидетельствовала защита новорожденных поросят от ИГС во время вспышки заболевания (74). Для повышения эффективности оральной иммунизации были предложены живые вакцины с повышенной устойчивостью к содержимому ЖКТ. К ним относятся микрокапсулированная вакцина из шт. N, устойчивая к кислой среде и ферментолизу. Высокую степень устойчивости поросят к экспериментальному заражению достигали двукратной вакцинацией свиноматок аттенуированным шт. Nuzilly орально или в конъюнктиву за 6-7 нед до оплодотворения и за 7-15 дн до опороса (103). Поскольку главная роль в защите новорожденных поросят при кишечных заболеваниях принадлежит лактогенному иммунитету, основное внимание при разработке вакцин против ИГС и способов применения стали уделять индукции синтеза секреторного иммуноглобулина в молочной железе иммунизированных свиноматок. Перспективным оказался комбинированный способ иммунизации (1). Живая вакцина из шт. РИМ С при двукратном внутримышечном введении супоросным свиноматкам обеспечивала менее выраженную защиту поросят, чем при оральном применении. Лучший эффект отмечен при комбинированном введении вакцины свиноматкам (за 4-6 нед до опороса перорально и за 2 нед до опороса внутримышечно) для получения оптимального бустер-эффекта (49).

Фирма «Рон-Мерье» (Франция) изготовляет вакцину Gastertefa в двух формах для двух способов применения. Кислотоустойчивую вакцину в виде таблеток применяют для оральной иммунизации свиноматок в течение трех дней, по крайней мере, за 3 нед до осеменения. Лиофилизированную вакцину вводят внутримышечно однократно за 1 нед перед каждым опоросом. В одной дозе вакцины независимо от способа её применения содержится 6 1цТЦД5о вакцинного вируса. Другую живую вакцину та же фирма рекомендует применять в зависимости от эпизоотической ситуации. В угрожаемом хозяйстве свиней вакцинируют на 2-

3-м мес супоросности орально, а спустя 15 дн - внутримышечно. В неблагополучном хозяйстве 1-й и 2-й раз свиней прививают внутримышечно. Вакцинация сопровождается высоким уровнем лактогенного иммунитета (56).

Фирма «Nissei Ken» (Япония) также готовит вакцину в двух формах для двух способов применения из шт. h-5 ВИГС, размноженного в культуре постоянной линии клеток почки поросенка (линии МРК -111а). Живую сухую вакцину свиноматкам вводят интраназально в дозе 1 мл по истечению 6 нед супоросности. Эффективность вакцинопрофилактики ИГС при использовании аттенуированных шт. ТО-163, Purdue, Riems, Ckp, коммерческой вакцины (Ambico Inc) и разных способов применения значительно колебалась (отход поросят составлял 10-70%) (20, 23, 25, 26, 29, 36, 37, 44, 48, 49, 50, 57, 77, 80, 83,103, 114).

Применение инактивированных вакцин. Инактивированные вакцины готовят из вируса, выращенного в однослойных первичных или перевиваемых культурах клеток свиного происхождения, используя, как правило, масляный адъювант. Полная инактивация культурального вируса различными веществами в 0,01% -ной концентрации при 37°С наступала в случае использования NP 40 через 2, БПЛ и АЭИ через 3, формалина через 4 ч. Более выраженную деструкцию вирионных полипептидов вызывал формалин. Инактивированные вакцины свиноматкам вводят внутримышечно двукратно за 7-10 дн и 2-4 нед до опороса. Инактивированную концентрированную вакцину применяют внутримышечно в дозе 1 мл за 2-

3 нед до опороса. Для изготовления вакцины вирус концентрируют и инактивируют формалином. Инактивированный АГ перед введением объединяют с масляным адъювантом и встряхивают до состояния гомогенной суспензии. Во время последующей супоросности вакцинацию повторяют полностью. Вакцина обеспечивает защиту новорожденных поросят на протяжении подсосного периода за счет высокоэффективной иммунизации их матерей.

В ВИЭВ разработаны высокопроизводительные методы культивирования нереверси- бельного аттенуированного штамма ВИГС в однослойной (16) и суспензионной культурах (15) постоянной линии клеток почки свиней. Создана эмульгированная вакцина для внутримышечного и сухая живая для интраназального применения. Свиноматок на 70-75-й день супоросности прививают одновременно интраназально и внутримышечно, а за 2 нед до опороса - только внутримышечно.

Недавно получена и испытана с положительным результатом в лабораторных условиях субъединичная вакцина против ИГС. Иммуногенные компоненты, выделенные из вирионов с помощью ультразвука, с последующей очисткой и концентрацией методами изопикниче- ского центрифугирования и гельфильтрации через Сефадекс G-200, представляли собой, по- видимому, пепломеры (1,20 см3; 25000 Д). Внутримышечное введение субъединичного препарата в смеси с масляным или ГОА адъювантом индуцировало синтез ВНА в высоких титрах. При иммунизации супоросных свиноматок компонентная вакцина обеспечивала сохранность поросят (53, 53а, 53Ь). Проводятся исследования по изучению эффективности применения гетерологичных коронавирусов (ИПК,КВС). Показана выраженная защита КРС против ВИГС (120). Целесообразно использование свиного лейкоцитарного интерферона в качестве лечебно-профилактического средства против ИГС (3).

В странах СНГ применяют живую вакцину из аттенуированного шт. Риме ГДР и сухую живую вирус-вакцину ВГНКИ из шт. № 5. Эти вакцины дважды вводят супоросным свиноматкам: первый раз за 6-8 нед и второй - за 2-3 нед до опороса. Поскольку имеется тесная связь между степенью защиты и образованием секреторных IgA, продукция которых зависит от ряда факторов, в том числе и от способов введения АГ, наиболее рациональным оказался пероральный метод вакцинации, который индуцирует строго локальный иммунитет. Живой аттенуированный вирус, введённый перорально, приживляется только в эпителиальных клетках, покрывающих ворсинки тонкого кишечника, стимулируя плазматические клетки к образованию местных секреторных АТ.

Новые типы вакцин. Снижение отхода поросят от ИГС до 25% обеспечивала вакцина из ВИПК. Однако этот вирус патогенен для новорожденных поросят (120). Бр-вариант вируса (мелкобляшечный, аттенуированный ВИГС) снижал смертность до 14-34%. Очищенные субъединичные компоненты ВИГС (Б-гликопротеин, субъединичные частицы) с адъювантом не дали положительных результатов (53). Вакцина из низкомолекулярных субъединиц (около 23 кД), полученных из ВИГС, инъецированная супоросным свиноматкам, обеспечивала образование ВНА в сыворотке и молоке, а смертность поросят, полученных от таких свиноматок, составляла 4% (53, 53а, 53в). Гликопротеин Б, экспрессированный в вирус ос- повакцины, индуцировал некоторый уровень ВНА на мышах (63). Пептиды из Б-области (аминокислоты 377-391) индуцируют ВНА у крыс (91). Получены положительные результаты профилактики ИГС с использованием РКВС (23, 87, 88, 89,111).

Серологическая оценка иммунитета. Среднее геометрическое значение титра ВНА в сыворотках крови свиноматок после первого введения ваюцины составляло 4,1-7,5 1о& и после второго - 7,6-10 1о&. Титр АТ в молозиве доходил до 1:3072 и был в 2-4 раза выше, чем в сыворотке крови свиноматок, но через 2-5 дн после опороса быстро снижался. Уровень АТ в сыворотке крови поросят коррелировал с уровнем АТ в молоке. Максимальный уровень специфических АТ (в РНГА) в сыворотке крови супоросных свиноматок выявлен через 7-14 дн после вакцинации и в день опороса. Наиболее высокие титры АТ (1:115-1:355) в молозиве были в день опороса. Установлена корреляция титров АТ в PH и РНГА, хотя в PH они всегда были несколько ниже. Спустя 7 дн после внутримышечной вакцинации титр АТ достигал 1:8, затем повышался, достигая максимума (1:64) к 42-49-му дню (на 14-21-й день после ревакцинации), после чего резко снижался, исчезая, примерно, через 3 мес после вакцинации (около 2 мес после ревакцинации). После вакцинации 3-дн поросят живой вакциной уровень АТ у поросят от иммунных свиноматок был более низкий (1,6 1о{*2). К 3 мес напряжённость иммунитета снижалась в обоих случаях: меньше единицы у поросят от иммунных свиноматок и 4,5 1о^ от неиммунных.

Не отмечено корреляции между устойчивостью поросят и титром АТ в их крови. Считают, что недостаточная иммунизирующая эффективность использованных аттенуированных штаммов объясняется потерей ими способности размножаться в тонком кишечнике свиней. Активный иммунитет возникает только при попадании вируса в кишечник. При этом иммунитет, предупреждающий развитие клинических признаков болезни, связан с резистентностью эпителиальных клеток тонких кишок к вирусу. Как обеспечивается эта резистентность - неизвестно. Полагают, что для нейтрализации вируса до его внедрения в эпителиальные клетки АТ должны или свободно находиться в просвете кишечника, или быть тесно связаны с чувствительными клетками. Выздоровевшие поросята устойчивы к повторному заражению. В содержимом подвздошной, слепой и прямой кишок обнаружены ВНА, которые маскируют выделяющийся вирус, затрудняя выявление вирусоносительства.

Отмечены чёткие различия гуморального и клеточного ответов на введение вирулентного и аттенуированного вирусов. При введении аттенуированного вируса титр ВНА выше, чем при введении вирулентного штамма. Однако клеточный ответ при определении прямым методом ингибиции миграции лейкоцитов был более продолжительным и выраженным у поросят, заражённых вирулентным вирусом, чем у привитых аттенуированным штаммом. Гуморальный ответ достигал пика через 21 после заражения, клеточный - через 28 дн, затем снижался. Однако у отдельных животных относительно постоянный уровень ВНА и максимальная ингибиция миграции лейкоцитов удерживались до 56-го дня после заражения.

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1.Алипер Т.И. и др. Ветеринария 1988, 10 :69. 2.Архипов Н.И. Пат. анатом, диагн. вирус, бол. живот .М. ’’Колос” 1984, 119. 3.Дьякова И.Н. и др. Морд Гос. Ун-т, Саранск, 1933 :71. 4.Ирская Г.Е. Дон Гос. аграр. Ун-т, Персиановка 1933 : 7. 5.Ирская Г.Е. и др. Дон Гос. аграрн Ун-т, Персиановка 1933 :3. б.КасюкИИ. и др. С-хбиол. 1984, 7 :116. 7.МотовскиА. ид). Ветимед. науки 1985, 5 :11.

8.Мотовски А. и др. Вет. мед Науки 1985, 4 :3. 9.Непоклонов Е.А. Тез. докл. Всеросс. н.-пр. конф. ВНИИЗЖ, Владимир, 1995 :60. Ю.Непоклонов Е.А и др. Тез. докл. Всерос. н-пр. конф. ВНИ ИЗЖ, Владимир, 1995 :59. 11. Обухов И.Л. Сб. н. труд. ВГНКИ, 1991, 53 :95. 12,Обухов И.Л. Биопрепараты: метод стандарт. ВГНКИ, М., 1990 :105. 14.0рлянкин Б.Г. Классиф. В1фус. жив. М, 1996. 15.

Сергеев В.А. и др. Вопросы вирусологии 1989, 1 :3. 16.Сергеев В.А. и др. Вопр. вирусологии 1987, 6 :718. 17.Сергеев В.А. и др. Вкусные вакцины. Киев, Урожай, 1993. 18.Стрижакова О.М. и др. Тез. докл. Всерос. н-пр. конф., Владимир, 1995 :58. 19.Arendonk et.al. Tijdschr Diergeneeskd, 1983, 108 :608. 20.Aynaud J.M. et. al. J Gen Virol, 66 :1911. 21.Bae I. et. al. J Clin Microb 1990, 29 : 215. 22.Benfield D.A. et.al. Arch Virol, 1991,116,:91. 23.Bemard S. et. al. Vet. Microbiol. 1989, 21:1. 24.Berthon P. etal J Immunol Meth, 1990, 131 :173. 25.Bohl E.H. et. al. Ohio Swine Res Ind Rep, Anim Sci Ser 82-1, 1982 :66. 26.Bohl E.H. et.al. Comp diagnosis of viral diseases, 4, N.Y., Acad pres,1981. 27.Bourshnell M.E.G. et. al. J Gen Virol 1987, 68 :57. 28.Brian AB. et. al. J Virol 1980, 34 :410. 29.Brim T.A. et. al. Veter Immun Immunopat 1995, 48 :35. 30.Britton P. et. al. Arch Virol 1989, 105 :165. 31.

Brown T.T. Am J Vet Res, 1981, 42 :1033. 32.Brown I. et. al. Vet Res 1986, 119 :282. 33.Callebaut P. et. al. J Vet Microb 1989, 20, 1 :9. 34.Calebaut P. et. al. J Gen Virol. 1988, 69 :1725. 35.Cepica A. et. al. Canad J comp Med 1984, 48 :258. 36.Charley В et.al. J Virol, 1988, 62 :8. 37.Chen K.S. Fin J Vet Res 1985,

46 :632. 38.Correa I. et. al. J Gen Virol 1990, 71 :271. 39.Cox E. Res Vet Sci 1990a, 48 :165. 40.Cox E. et. al. Vet Microb 1990b, 23 :237. 41.Dea S. et.al. Virol, 1990, 64 :3112. 42.De Bouck et. al. Proc 7 th Int Congr Pig Vet Soc Mexico City, 1982 :45. 43.Delmas B. et. al. J Gen Virol,1990, 71 :1313. 44.Dimitrow P. Vet Med Nauki 1982, 19 :90. 45.Doyle L.P., and Hutchings, L.M. J Vet Med Ass 1946, 108 : 257. 46.Egan I.T. Pros 86h Annu Meet US Anim Health Assoc 1982 :497. 47.Euberlick H. F. et.al. Am J Vet Res, 1988, 49 :1320. 48.Fitchner D. Arch Exp Vet Med., 1982, 36 :165. 49.Fitchner D. et. al. Mon Vet Med 1985, 40, 19 :669. 50.Fitzgerold G. et. al. J Pigs, 1990, 6 :27. 51.Garwes D.J. et.al. Edv Exp Med Biol, 1987, 218 :509. 52.Garwes D..J. et.al. Vet.Res.,1988, 122 :86. 53.Gough P.M. et.al. Antivir Res, 1983, 3 :211. 53a.Gough P.M. et.al. Am J Vet Res, 1983, 44 :2078. 53b.Gough P.M. et.al. Vaccinie, 1983, 1:37. 54.Graham J.A Vet Med Smol Anim Clin, 1980, 75 :1618. 55.GranzowH. et.al. Arch Exp Vetoed 1981, 35 :177. 56.Godard A. Cultivar, 1987, 207 :18. 57.Harris D.L. et.al. Proc Am Ass Swine Pract Des Moines Iowa, :555. 58.Hennig E.R. et.al. Vet Med Smol Anim Clin,1981, 76 :1789. 59.Henningsen D. et.al. Dansk Vet Tidsskr,1989, 71 :1168. 60.Hess RG. etal. Proc 7-th Int Cong Pig Vet Soc, Mexico City, 1982 :1. 61.Ш11 H. et.al. Proc Am Assoc Swine Pract Des Moines, Iowa,1990 :333. 62.Horzineck M.C. et.al. Infect Immun, 1982, 37 :1148. 63.Hu S. et.al. In Imm of Protein and Peptides. New York, Plesum Press 1985 :63. 64.Jacobs L. et.al. J Virol ,1986, 57 .1010. 64a.Jacobs L. et.al. Virus Res, 1987, 8 :363. 65.Jestin A. et.al. Rec Med Veter ,1987, 163 :583. 66.Jiminez G. et.al J Virol , 1986, 60 :131. 67.Kapke P.A etal. Virology, 1986, 151 :41. 68.Kodama Y. et.al. Am J Vet Res, 1980, 40 :740. 68a.Kodaina Y. et.al. Am J Vet Res , 1981, 42 :437. 69.Laude H. et.al. Am J Vet Res 1981, 42:447. 70.Laude H. et.al. J Gen Virol, 1984, 65 :327. 71.Laude H. et.al. J Gen Virol ,1986, 67 :119. 71a.Laude H. et.al. J RechPorc Fr , 1988, 20 :89. 71b.Laude H. et.al. Vet Microbiol, 1990, 23 .147. 72.Laviada M.D. et.al. Virus. Res.,1990, 16 :247. 73.Liou P.P. J Chin Soc Vet Sci, 1982, 8 ; 135. 74.Lojkic M. et.al. Praxis Vet, 1982, 30, 1-2 :101. 75.Lutter K. et.al. Monatch Vet med, 1982, 37 : 121. 76.Makino S. et.al. J Virol ,1986, 57 :1642. 77.Matishek P. et.al. Vet Med Smol Anim Clin,1982, 77 :262. 78.Miller G. Y. etal. Proc 3-th Int Symp Vet Epid Econ, 1982 :527. 79.Morin M. et.al. Can J Comp Med, 1983, 47 :11. 80.Moscari E. Acta Vet Acad Sci Hung 1980, 28 :341. 80a.Moscari E. Acta Vet Acad Sci Hung, 1980, 28 : 131. 81.Mousing J. et.al. J Am Vet Med Ass, 1988, 192 : 756. 82.Maxley RA, et.al. Am J Vet Res,1989, 50 :708. 83.Maxley RA. et.al. Am J Vet Res, 1989, 50 :111. 84.Nguyen T.D. et.al. J Gen Virol, 1986, 67 :939. 85.Qnno M. et.al. J Vet Med [B], 1989, 36 -.629. 86.0'Toole D. et.al. Res Vet Sci, 1989, 47 :23. 87.Patton D.J. et.al. Vet Res Commun, 1990, 14 :329. 88.Penseart M.B. et.al. Agri Pract, 1989, 10 :17. 89.Penseart M.B. et.al. Agri Pract, 1989, 10 :17. 90.Penseart M.B. et.al. Arch Virol, 1981, 68 :45. 90a.Penseart M.B. et.al. Vet Q, 1986,

8 :257. 91.Posthumus W.P. et.al. J Virol, 1990, 64 -.3304. 92.Pritchard G.C. Vet Rec, 1982, 110 :465. 93.Pritchard G.C. Vet Rec, 1987, 120 :226. 94.Rasschert D. et.al. J Gen Virol, 1987, 68 :1883. 95.Rasschert D. etal Biochem, 1987, 69 :591. 96.Rasschert D. et.al. J Gen Virol, 1990, 71 :2599. 97.Reynolds D.J. et.al Vet Microbiol, 1980, 5 :283. 98.Rossen J.W. et.al. J Virol , 1994, 68, 12 :7966. 99.Saif L. J. Ann NY Acad Sci, 1983, 409 :708. lOO.Saif L. J. In Inf Diarr in the Young, Amsterdam:Elsevier Sci., 1985 :456. lOOa.Saif L.J. et.al. Boca Raton Flac CRC Press, 1990. lOl.Saif L.J. et.al. Diseases of swine,7th Ed., W Mingeling 195 :362.102.Sanchez C.M. et.al. Virology, 1990, 174 :410. 103.Shirai J. et.al.

Ami Rech Vet, 1988, 19 .261. 104.Shockley L.J. et.al. Clin Microbiol, 1987, 25 :1591. 105.Siddell S. et.al. J Gen Virol, 1983, 64 :761. 106.Spaan W. et.al. J Gen Virol, 1988,69 :2939. 107.Sprino P.J. et.al. Am J Vet Res , 1982, 43 :255.108.Sme S., et.al. Virol, 1990, 177 :559. 109.Van Gott. L et.al. J Immunol, 1994, 8 :3980. 110.Vannier P. J Vet Med [B], 1990, 37 :177. lll.VanNieuwstadt A.P. et.al. Vet Rec,1989,124 :43. 112.Voets M. et.al. Vet Q , 1980, 2 :211. 113.Welch S.K W. etal. Arch Virol,1988,101 :221. 114.Welter C.J. Vet Med Smol Anim Clin, 1980, 75 :1757. 115.Wesley R., et.al. Adv Exp Med Biol, 1987,

218 :475. 115a.Wsley R. et.al. J Virol, 1990, 64 :4761. 116.Wesley R. et.al. J Vet Diagn Invest, 1990, 2 :312. 116a.Wesley R, et.al. J Vet Diagn Invest, 1991, 3 :29. 117.Woods R.D. et.al. Am J Vet Res,1988, 49 :300. 118.Woods R.D. Vet Microbiol, 1982, 7 :427. 119.Woods R.D. et.al. Am J Vet Res, 1981, 42 :1163. 120.Woods R.D. et.al. Am J Vet Res, 1986, 47 :1239. 121.Zhu X.-L. et.al. Am J Vet Res, 1990, 51.